Tinción de Gram

Primer colorante (cristal violeta): básico, en contacto con las bacterias cargadas negativamente reacciona coloreándolas.
Solución mordiente (Yodo de Gram): fija las tinciones y aumenta la afinidad entre el colorante y las bacterias.
Agente decolorante (alcohol-acetona): disolvente orgánico que se utiliza como lavado para eliminar colorante no fijado.
Colorante de contraste (safranina): colorante básico de distinto color al primer colorante.

Bacterias Gram (+) se tiñen de púrpura por el cristal violeta y retienen la coloración por su gruesa capa de peptidoglicanos.
Bacterias Gram (-) perderán la coloración inicial del cristal violeta por su delgada capa de peptidoglicanos y se teñirán de rojo debido a la safranina.
 

Tinción de Anthony

Las cápsulas no se tiñen normalmente con colorantes básicos como el cristal violeta o la safranina.
Tinción negativa de cápsulas en que la leche litmus se tiñe con violeta cristal como contraste de un fondo morado con el halo transparente de la cápsula incolora.

Tinción de Möeller

Las esporas permiten a las bacterias pasar a un estado latente en condiciones ambientales adversas. Su principal componente es Ca2+ fijado a ácido dipicolínico.
El calor después de la tinción con carbol-fuscina con permite que rompa la estructura que protege la espora para que así pueda penetrar el colorante.
Con el lavado de agua se retira todo tinte que se adhirió a la bacteria, para después teñirse con azul de metileno.
Resalta de color rojo la espora y de color azul, la bacteria.

Método de estrías y vertido

El método de estrías es el más utilizado para el aislamiento de colonias bacterianas. Método rápido y simple de agotamiento progresivo y continuo del inóculo sobre un medio sólido para obtener un número reducido de bacterias distribuidas individualmente sobre la superficie de la placa de Petri que al incubar, cada una originará una colonia. 
El método de vertido es el más utilizado para el recuento bacteriano, es importante el conteo de colonias para conocer la velocidad con que se reproducen y calcular el número de bacterias por volumen de solución (UFC: unidades formadoras de colonias). 

Antibiograma Método de difusión en plato

La bacteria inoculada se enfrenta sobre la superficie del medio de agar a una solución antibiótica absorbida en discos de papel de filtro o en pastillas.
El medio de cultivo más frecuentemente empleado es el de Müeller-Hinton. Su pH debe estar entre 7,2-7,4 y grosor entre 4-6 mm. El inóculo bacteriano debe tener una turbidez similar al 0,5 de la escala de McFarland y la inoculación se debe efectuar con hisopo de algodón estéril. La lectura se realiza entre 18-24 h, adecuado únicamente para bacterias patógenas de rápido crecimiento.

Antibiograma Método de dilución en plato

Los métodos de dilución pueden realizarse en medio sólido (en agar) o en medio líquido (en caldo). La adaptación a microplatos de 96 pocillos utilizando volúmenes de 50-200 uL permite testar un gran número de antibióticos de forma sencilla, rápida y económica. 

Antibiograma E-test

Técnica que combina los métodos de difusión en agar y dilución para determinar la CIM. La sistemática es similar al método de difusión en agar pero en lugar de discos utiliza tiras de Etest.
Estas tiras contienen un gradiente del antimicrobiano en la superficie inferior que difunde en el agar estableciendo un gradiente continuo del mismo a lo largo de la tira. Después de la incubación se forma una zona elíptica de inhibición del crecimiento y la CMI corresponde con el punto donde el área de inhibición del crecimiento intersecciona con la tira.
CIM (concentración inhibitoria mínima): menor concentración de antimicrobiano capaz de inhibir el desarrollo de una cepa bacteriana dada.
CBM (concentración bactericida mínima): menor concentración de antimicrobiano capaz de destruir una cepa bacteriana dada.